Вторичная структура белков. Пептидные цепи белков организованы во вторичную структуру, стабили­зированную водородными связями

Пептидные цепи белков организованы во вторичную структуру, стабили­зированную водородными связями. Атом кислорода каждой пептидной груп­пы образует при этом водородную связь с МН-группой, соответствующей пеп­тидной связи. При этом формируются следующие структуры: а-спираль, р-структура и (3-изгиб.

а-Спираль. Одной из наиболее термодинамически выгодных структур яв­ляется правая а-спираль. На рис. 3.1 изображена а-спираль, представляющая устойчивую структуру, в которой каждая карбонильная группа образует водо­родную связь с четвертой по ходу цепи МН-группой. В а-спирали на один ее виток приходится 3,6 аминокислотного остатка, шаг спирали составляет при­мерно 0,54 нм, а расстояние между остатками — 0,15 нм. В а-спиральных уча­стках торсионные углы ср и у равны 60 и 45° и последовательно расположен­ные полипептидные звенья взаимно ориентированы.

ь-Аминокислоты могут образовывать только правые а-спирали, причем боковые радикалы расположены по обе стороны оси и обращены наружу. В а-спирали полностью использована возможность образования водородных связей, поэтому она не способна в отличие от р-структуры образовывать водо­родные связи с другими элементами вторичной структуры. При образовании а-спирали боковые цепи аминокислот могут сближаться, образуя гидрофобные или гидрофильные компактные сайты. Эти сайты играют существенную роль при образовании трехмерной конформации белковой макромолекулы, так как используются для упаковки а-спиралей в пространственной структуре белка.

Спираль-клубок. Содержание а-спиралей в белках неодинаково и явля­ется индивидуальной особенностью каждой белковой макромолекулы. Для некоторых белков, например для миоглобина, а-спираль лежит в основе структуры, другие, например химотрипсин, не имеют а-спирализованных уча­стков. В среднем глобулярные белки имеют степень спирализации порядка 60—70%. Спирализованные участки чередуются с хаотическими клубками, причем в результате денатурации переходы спираль—клубок увеличиваются. Спирализация полипептидной цепи зависит от аминокислотных остатков, ее образующих. Так, отрицательно заряженные группы глутаминовой кислоты, расположенные в непосредственной близости друг от друга, испытывают сильное взаимное отталкивание, что препятствует образованию соответствую­щих водородных связей в ос-спирали. По той же причине спирализация цепи затруднена в результате отталкивания близко расположенных положительно заряженных химических группировок лизина или аргинина. Большие размеры радикалов аминокислот также являются причиной, по которой спирализация полипептидной цепи затруднена (серии, треонин, лейцин). Наиболее часто интерферирующим фактором при образовании а-спирали является амино­кислота пролин. Как известно, в пролине атом азота входит в состав жесткого кольца, что препятствует вращению вокруг связи М—С_а. Кроме того, пролин не образует внутрицепочечную водородную связь из-за отсутствия при атоме азота водородного атома. Таким образом, во всех случаях, когда в полипептид­ной цепи встречается пролин, а-спиральная структура нарушается и образует­ся клубок или р-изгиб.

Р-Структура. В отличие от а-спирали р-структура образована за счет межцепочечных водородных связей между соседними участками полипептид­ной цепи, так как внутрицепочечные контакты отсутствуют. Если эти участки направлены в одну сторону, то такая структура называется параллельной (ф = —119°, \)/ = +113°) (рис. 3.2), если же в противоположную (ср = -139°, \1/ = +135°), то антипараллельной (рис. 3.3).

Полипептидная цепь в р-структуре сильно вытянута и имеет не спираль­ную, а скорее зигзагообразную форму. Расстояние между соседними амино­кислотными остатками по оси составляет 0,35 нм, т. е. в три раза больше, чем в а-спирали, число остатков на виток равно 2.

В случае параллельного расположения р-структуры водородные связи ме­нее прочны по сравнению с таковыми при антипараллельном расположении аминокислотных остатков. В отличие от а-спирали, насыщенной водородны­ми связями, каждый участок полипептидной цепи в р-структуре открыт для образования дополнительных водородных связей. Сказанное относится как к параллельной, так и к антипараллельной р-структуре, однако в антипарал­лельной структуре связи более стабильны. В отрезке полипептидной цепи, об­разующей р-структуру, находится от трех до семи аминокислотных остатков, а сама р-структура состоит из 2—6 цепей, хотя их число может быть и большим. р-Структура имеет складчатую форму, зависящую от соответствующих а-угле-родных атомов. Поверхность ее может быть плоской и левозакрученной таким образом, чтобы угол между отдельными отрезками цепи составлял 20—25° (рис. 3.4).

р-Изгаб. Глобулярные белки имеют шарообразную форму во многом бла­годаря тому, что для полипептидной цепи характерно наличие петель, зигза­гов, шпилек, причем направление цепи может изменяться даже на 180°. В пос­леднем случае имеет место (3-изгиб (рис. 3.5).

Этот изгиб по форме напоминает шпильку для волос и стабилизируется одной водородной связью. Фактором, препятствующим его образованию, мо­гут быть большие боковые радикалы, и поэтому довольно часто наблюдается включение в него наименьшего аминокислотного остатка — глицина. Эта кон­фигурация оказывается всегда на поверхности белковой глобулы, в связи с чем (3-изгиб принимает участие во взаимодействии с другими полипептидными цепями.

 

2.

 

3.

 

№ 17.

1. Доменная организация структуры гомологичных белков, как основа их функций, эволюции и видовой специфичности. Представления о семействах белков.

2. Экспрессия генов прокариот. Теория оперонов и их функционирование по механизмам индукции и репрессии при адаптации. Энхансеры (усилители) и силенсеры (гасители) операторных участков гена. Комов 471

3. Процессы β-окисления и биосинтеза жирных кислот в клетках.Комов 338

1. Супервторичные стр-ры. Впервые были обнаружены Л. Полингом и Р. Кори. Суперспиральные стр-ры включ. в себя как a-спираль, так и b-складчатые листы.

Домены — более сложные уровни организации вторичной стр-ры - обособленные глобулярные участки, соединен. др. с др. короткими так назыв. шарнирными участками полипеп­тидной цепи.

Многие белки состоят из нес-ких стр-рных доменов, каждый из к-рых со­держит до 200 аминок-тных остатков (глицеральдегидфосфатдегидрогеназа(ГАФД)).

По строению домены в белках разде­ляют на несколько групп в зависимости от со­держания в них a-спиралей и b-складчатых листов.

• Водородные связи лабильны и уязвимость их ­ при образов. вторичной стр-ры, т. к. карбоксильные и аминные гр. могут взаимо­д. не только м/у собой, но и с водой. Вторичная стр-ра до­статочно устойчивой при образовании компактной белковой глобулы.

•Формирован. вторичной стр-ры обус­ловлено последовательностью аминокислотных остатков в полипептидной цепи. Боковые R, взаимод. др. с др., индуциру­ют процесс образов. пространственной стр-ры, наиболее стабильной ее конформации.

 

2. Оперон – совокупность генов, способных вкл-ся и выкл-ся в зависимости от метаболич. потребностей кл.

Регуляция синтеза белка у прокариот. В 1961 г. французские исследова-Ф. Жакоб и Ж. Моно впервые провели фундаментальные исследования ии генов, кодирующих р-галактозидазу и связанные с ней ферменты в кишечной палочки Е. соН. Эти исследования помогли им сформулиро-~ гипотезу об опероне и регуляции синтеза белка в клетках прокариот.

роном называется совокупность генов, способных включаться и вы-чггься в зависимости от метаболических потребностей клетки.

>рами впервые были оценены регуляторные механизмы на примере зного или Ьас-оперона, строение которого представлено на рис. 29.5. На участке ДНК, соответствующем оперону, находятся три структурных. у и а). Эти гены кодируют р-галактозидазу,гидролизующую лактозу до зы и галактозы, галактозидпермеазу,переносящую лактозу через клеточ-мембрану, а также галактозидтрансацетилазу,переносящую ацетильный 'К с ацетил-КоА на галактозу. Кроме структурных генов, оперон содер-регуляторные последовательности: ген-оператор, примыкающий к З'-по-ггельности структурного гена, и ген-регулятор, кодирующий белок-реп-|. К гену-оператору примыкает промотор — начальный сайт инициации рипции. Белок-репрессор, взаимодействуя с геном-оператором, частично рует область промотора. Это препятствует присоединению РНК-поли-меразы к промотору, и транскрипция отменяется. При росте Е. соИ на срел. глкжозой лактозный оперон выключен. Его функционирование и регуляи имеют место при выращивании клеток на лактозной среде. Даже в отсутствий галактозидилпермеазы определенное число молекул лактозы поступает в клет-у ку и вступает во взаимодействие с белком-репрессором, находящимся не • ко в свободном состоянии, но и ассоциированным с геном-оператором. В зультате происходит деблокирование промотора и транскрипция станов? возможной. Образование р-галактозидазы приводит к гидролизу лактозы появлению в клетке глюкозы, источника энергии. В результате интенсифика-| ции транскрипции и синтеза р-галактозидазы уменьшается количество индут тора (лактозы) и функционирование Ьас-оперона репрессируется. Таким разом реализуется регуляция по принципу обратной связи. Центральную здесь играет белок-репрессор. Он состоит из четырех субъединиц и имеет, центра связывания: с индуктором-лактозой и геном-оператором. Попере* но (но не одновременно) связываясь с индуктором или с геном-оператор он включает индукцию или репрессию Ьас-оперона.

Имеется еще один механизм регуляции функционирования оперона. бактерии культивировать на среде с глюкозой, то лактозный оперон не фут ционирует. Это обусловлено тем, что какой-то продукт расщепления глюке (катаболит) репрессирует данный процесс. Каков же механизм этой рещ сии? Оказалось, что РНК-полимераза присоединяется к промотору при по» щи специального белка САР (са1аЪоШе §епе асИчапоп ргоШп), комплекс кот го с цАМФ активирует катаболитные гены. Катаболит глюкозы ингибир фермент аденилатциклазу, катализирующую образование цАМФ, комплекс 1 образуется, и индукции лактозного оперона не происходит. Таким обра скорость транскрипции определяется образованием комплексов САР—1 и их связыванием с промотором.

В случае лактозного оперона лактоза — субстрат для р-галактозидазы индуцирует синтез фермента за счет инактивации белка-репрессора и восс новления функционирования оперона. Иное явление наблюдается в проце регуляции синтеза ферментов, осуществляющих образование аминокислс триптофана в той же клетке Е. соН. Механизм регуляции транскрипции заключается в следующем. Белок-

лрессор синтезируется в неактивном состоянии в виде прорепрессора. Ко-

.чный продукт деятельности ферментов — триптофан — является активато-

м белка-репрессора, который после активации взаимодействует с ге-

м-оператором и останавливает транскрипцию (рис. 29.6).

Имеется еще один механизм регуляции, связанный со снижением скорое-

транскрипции, так называемая аттенуация. В клетках Е. соН, как и в других

чтериях, между первым структурным геном и геном-оператором расположе-

лидерная последовательность порядка 140—150 нуклеотидов, так называе-

г!й аттенуатор. Даже небольшой избыток конечного продукта того же трип-

ма приводит к тому, что РНК-полимераза, достигнув аттенуатора, пере-

гранскрибировать оперон. Уменьшение конечного продукта вновь вклю-

транскрипцию.

Что касается трансляции, то у прокариот она играет значительно мень-. ю роль в регуляторных процессах, чем транскрипция.

 

Энхансеры –

Они влияют на скорость транскрипции независимо от локализации в опероне. Белки взаимод. с энхансерами – энхансерные эл-ты, располож. на расстояние 1000-2000 пар оснований от региона промотора. Эти белковые фак-ры способны воздейств. на инициацию транскрипции при образов. ДНК-петли, что приводит к их сближению.

Силенсеры –

 

3. b-окисление (Ф. Кнооп (1904)) Последовательное отщепление двухуглеродных фрагментов СН₃СООН с карбоксильного конца молекулы. Перед разрывом связи С^a-С^b происходит окисление b–углеродного атома.

Биохимич. превращен. жирных к-т в процессе b–окисления:

- Активация жирной кислоты в цитоплазме клетки.

Активация жирной кислоты является двухстадийным процессом.

Суммарная р-ция:

Жирная к-та + HS-KoA +АТФ Ацил-КоА +АМФ + Пирофосфат

-Транспорт ацильной группы в митохондрии. Внутренняя мембрана ми­тохондрий непроницаема для ацил-КоА, образов-ся в цитоплазме Þ ацил-КоА+картинин HS-KoA+ацилкартинин

После прохождения ацилкарнитина через мембрану митохондрии проис­ходит обратная реакция — расщепление ацилкарнитина при участии мито-хондриального НS-КоА и карнитин-ацилтрансферазы (Е1)

Карнитин возвращается в цитоплазму кл., а ацил-КоА окисляется в митохондриях окислению.

- Последовательность реакций р-окисления ацил-КоА в матриксе мито­хондрий.

1. Р-ция дегидрирования: Ацил-КоА+ФАТ транс-еноил-КоА+ФАТН_2.

2.гидратация ненасыщенного транс- еноил-КоА: транс-еноил-КоА+вода L-a-b-гидроксиацил-КоА

3. Р-ция дегидрирования: L-a-b-гидроксиацил-КоА + НАД⁺ b-кетоацил-КоА+НАДН*Н⁺

4. реакции тиолитического расщепления: b-кетоацил-КоА+HS-КоА ацил-КоА+ацетил-КоА. Укорочен­ный ацил-КоА вновь вступает в следующий цикл b- окисления (7 циклов b-окисления) Þ образ. 8 мол-л ацетил-КоА

Суммарное ур-ние окисления активированной пальмитиновой к-ты:

Пальмитиновая к-та + 7HS-КоА +7ФАД+7НАД⁺+7воды®8ацетил-КоА+7ФАДН²+НАДНН⁺

-Энергетика окисления жирных кислот. выделяется большое кол-во метаболической энергии. А полное окисление образовавшиеся молекулы ацетил-КоА сопровождается синтезом 12 молекул АТФ в расчете на окисление одной молекулы ацетила. НАДН и ФАДН₂ окисляются в митохондриальной дыхательной цепи. При окислении НАДН синтезируют­ся 3 АТФ, а ФАДН₂ — 2 АТФ Þ синтезируется 5 АТФ.

 

Биосинтез жирных кислот

Структурным предшественником для синтеза жирных кислот явл ацетил-КоА. Это соединение образуется в матриксе митохондрий преиму! ственно из пирувата, в результате реакции его окислительного декарбоксу рования, а также в процессе (3-окисления жирных кислот. Следовательно, леводородные цепи собираются в ходе последовательного присоединег двухуглеродных фрагментов в форме ацетил-КоА, т. е. биосинтез жирных ] лот происходит по той же схеме, но в противоположном направлении по I нению с р-окислением.

Однако существует ряд особенностей, различающих эти два проце благодаря которым они становятся термодинамически выгодными, необра! мыми и по-разному регулируются.

Следует отметить основные отличительные особенности анаболизма жир­ных кислот.

• Синтез насыщенных кислот с длиной углеводородной цепи до С₁₆ (паль­митиновая кислота) в эукариотических клетках осуществляется в цитозоле клетки. Дальнейшее наращивание цепи происходит в митохондриях и частич­но в ЭПР, где идет превращение насыщенных кислот в ненасыщенные.

• Термодинамически важным является карбоксилирование ацетил-КоА и превращение его в малонил-КоА (СООН—СН₂—СООН), на образование ко­торого затрачивается одна макроэргическая связь молекулы АТФ. Из восьми молекул ацетил-КоА, необходимых для синтеза пальмитиновой кислоты, только одна включается в реакции в виде ацетил-КоА, остальные семь в виде малонил-КоА.

• В качестве донора восстановительных эквивалентов для восстановления кетогруппы до гидроксигруппы функционирует НАДФН, в то время как при обратной реакции в процессе р-окисления восстанавливается НАДН или ФАДН₂ в реакциях дегидрирования ацил-КоА.

• Ферменты, катализирующие анаболизм жирных кислот, объединены в единый мультиферментный комплекс, получивший название «синтетаза выс­ших жирных кислот».

• На всех этапах синтеза жирных кислот активированные ацильные остат­ки связаны с ацилпереносящим белком, а не с коэнзимом А, как в процессе Р-окисления жирных кислот.

Транспорт внутримитохондриального ацетил-КоА в цитоплазму. Аце­тил-КоА образуется в клетке преимущественно в процессе внутримитохонд-риальных реакций окисления. Как известно, митохондриальная мембрана не­проницаема для ацетил-КоА.

Известны две транспортные системы, обеспечивающие перенос аце-тил-КоА из митохондрий в цитоплазму: ацил-карнитиновый механизм, опи­санный ранее, и цитрат-транспортная система (рис. 23.14).

В процессе транспорта внутримитохондриального ацетил-КоА в цито­плазму по цитратному механизму вначале происходит его взаимодействие с оксалоацетатом, который превращается в цитрат (первая реакция цикла три-карбоновых кислот, катализируемая ферментом цитратсинтазой; гл. 19). Спе­цифической транслоказой образовавшийся цитрат переносится в цитоплазму, где расщепляется ферментом цитратлиазой при участии коэнзима А на окса-лоацетат и ацетил-КоА. Механизм этой реакции, сопряженной с гидролизом АТФ, приведен ниже:

транспорт в митохондрии

В связи с тем что для оксалоацетата мембрана митохондрии непронииа. ма, уже в цитоплазме он восстанавливается посредством НАДН в малат, кот рый при участии специфической транслоказы может вернуться в матрикс м тохондрии, где окисляется до оксалатацетата. Таким образом, завершается т называемый челночный механизм транспорта ацетила через метохондриальн мембрану. Часть цитоплазматического малата подвергается окислительно' декарбоксилированию и превращается в пируват с помощью особого «малик фермента, коферментом которого является НАДФ⁺. Восстановленный НАДФ наряду с ацетил-КоА и СО₂ используется в синтезе жирных кислот.

(I) Обратите внимание, что цитрат транспортируется в цитоплазму ли__: тогда, когда его концентрация в матриксе митохондрии достаточно е-лика, например при избытке углеводов, когда цикл трикарбоновых ки лот обеспечен ацетил-КоА.

Таким образом, цитратный механизм обеспечивает как транспорт аие-тил-КоА из митохондрии, так и примерно на 50% потребности в НАДФН, ко-, торый используется в восстановительных реакциях синтеза жирных кислот.! Кроме этого, потребности в НАДФН восполняются также за счет пентозофос-] фатного пути окисления глюкозы.,

Образование малонил-КоА. Первым этапом в синтезе жирных кислот является образование малонил-КоА из ацетил-КоА и СО₂, т. е. происходит АТФ-зависимое карбоксилирование ацетил-КоА.

Биологическая роль этого процесса заключается в активации группы СН₃ ацетил-КоА путем превращения в более реакционную метиленовую (СН₂) малонил-КоА. Эта реакция катализируется ферментной системой — аце-тил-КоА-карбоксилазой, коферментом которой является биотин (витамин Н), активатором — ионы марганца (Мп²⁺). Суммарную реакцию карбоксилирова-ния ацетил-КоА можно записать следующим образом:

Ацетил-КоА-карбоксилаза — это мультиферментный комплекс, состоя­щий из трех белков: биотин-переносяший белок (БПБ), к которому присоеди­нен ковалентной пептидной связью биотин, и два фермента: биотин-карбокси-лаза (БК) — карбоксилирует биотин с образованием карбоксибиотина, содер­жащего высокоактивированную группу СО₂; второй фермент — карбоксил-трансфераза (КТ) осуществляет реакцию переноса активированного СО₂ на ацетил-КоА. Ниже приведена схема ковалентного комплекса биотина и био-тин-переносящего белка.

Продукт реакции — малонил-КоА является активированным донором ацетил-КоА, молекулы которых должны последовательно соединяться в про­цессе синтеза жирных кислот.

Ацетил-КоА-карбоксилаза является важнейшим регуляторным ферменте^ч всего процесса синтеза жирных кислот. По аллостерическому механизму он активируется цитратом и ингибируется длинноцепочечными ацил-КоА-про изводными.

Мультиферментный синтетазный комплекс жирных кислот. Все фер менты биосинтеза жирных кислот образуют единый агрегат — мультифер-ментный комплекс, получивший название синтетазы жирных кислот. Комп­лекс синтетазы животных тканей и дрожжей — это димер, состоящий из дв\^ идентичных мономеров, каждый из которых представляет полипептидную цепь, включающую шесть активных центров ферментов и ацил-переносящип белок (Н8-АПБ). Эти ферменты образуют настолько компактную структур), что они не поддаются фракционированию и все попытки выделить их в инди­видуальном виде не увенчались успехом.

Другой тип структурной организации ферментов синтеза жирных кислот встречается у микроорганизмов и растений, из которых отдельные ферменты могут быть выделены методами белкового фракционирования.

Структура мономера синтетазы жирных кислот. В состав синтетазы входит ацил-переносящий белок (Н8-АПБ). Он имеет молекулярную массу около 10 кОа; сравнительно термостабилен; содержит фосфорилированную пан-1 тотеновую кислоту (витамин В₃) и тиоэтиламин, ковалентно присоединенные к полипептидной цепи АПБ через сериновый остаток фосфоэфирной связью Следует отметить, что та же самая группировка входит в состав Н8-КоА:

Реакционной группой АПБ является Н8-группа, поэтому его приня обозначать в виде Н8-АПБ. В синтетазной системе этот белок выполня функцию, сходную с Н8-КоА, т. е. участвует в передаче ацильных радикалов одного фермента к другому.

Ферменты синтетазного комплекса (в скобках обозначены номера катат; зируемых ими реакций) приведены ниже:

• ацетил (или ацил)-АПБ-трансфераза (1);

• малонил-АПБ-трансфераза (2);

• (3-кетоацил-АПБ-синтаза (конденсирующий фермент) (3);

• (3-кетоацил-АПБ-редуктаза (4);

• р-гидрокси-АПБ-дегидратаза (5);

• еноил-АПБ-редуктаза (6).

В процессе биосинтеза жирных кислот для проявления синтетазной а г тивности необходимо участие двух сульфгидрильных групп комплекса. Оль реакционная Н8-группа принадлежит Н8-АПБ одного мономера, другая -остатку цистеина, входящего в состав р-кетоацил-АПБ-синтазы другого мои' мера, которые расположены в непосредственной близости друг от др\ В связи с этим синтетазный комплекс активен только в виде димера. Г скольку каждый из мономеров включает все ферменты синтетазного

одновременно на димере идет синтез двух молекул жирных кислот. В при-.енных ниже реакциях этот комплекс схематически может быть изображен л\тощим образом:

Центральную роль в синтезе жирных кислот в цитозоле при участии фер­тов синтетазного комплекса играет синтез пальмитиновой кислоты

- (СН₂)₁₄СООН, поскольку последующее наращивание цепи насыщенной гной кислоты происходит в митохондриях путем обращения реакций

•лтсления.

В реакции 1 (рис. 23.15) идет перенос ацетила на сульфгидрильную группу цистеина, малонил же взаимодействует с соседней Н5-группой АПБ, локали­зованного на другом мономере (реакция 2). Центральной реакцией является реакция конденсации (3) ацетила с метиленовой группой малонила, сопро­вождающаяся отщеплением СО₂. В результате происходит образование четы-рехуглеродного ацильного остатка и высвобождение Н8-группы цистеина, ра­нее занятой ацетильной группой. Декарбоксилирование в этой реакции имеет энергетическое значение, позволяет реакции пройти до конца и, таким обра­зом, является движущей силой биосинтеза. В последующем идет восстановле­ние (3-кетоацильной группы (реакция 4), затем дегидратация (реакция 5) и вновь восстановление ненасыщенного от/ганс-еноил-АПБ, в результате чего _; образуется насыщенный ацил-АПБ (реакция 6). Три последние реакции сход­ны с соответствующими обратными реакциями р-окисления, отличаются об-1 разованием в четвертой реакции в-изомера р-гидроксикислоты, а не Ь-изоме-ра, а также тем, что восстановителем является НАДФН, а не НАДН. Заверша­ется первый этап синтеза перемещением насыщенного ацильного радикала на свободную НЗ-группу цистеина, а новая молекула малонил-КоА взаимодейст­вует с Н8-АПБ, цикл реакций повторяется еще шесть раз, и каждый новый ос- ] таток малоната, декарбоксилируясь, встраивается в углеродную цепь до те пор, пока не образуется 16-углеродный пальмитоил-АПБ (рис. 23.16). Заве шается синтез кислоты гидролитическим отщеплением Н8-АПБ от пальми ил-АПБ при действии фермента деацилазы, не входящей в состав комплек. синтазы жирной кислоты.

 

№ 18

1. Особенности строения, стабилизации и преимущества функционирования белков олигомерной (четвертичной структуры). Понятие кооперативных эффектов. Комов 39

2. Управление биосинтезом белков в клетках эукариот с помощью альтернативного процессинга мРНК, ее транспорта в цитоплазму и контроля стабильности. Механизмы перестройки генов, их амплификации и полиплоидии при дифференцировке клеток многоклеточного организма.

3. Структура, свойства и функции холестерола. Схема его биосинтеза и превращения в стероиды разных классов.Комов 350