Влияние влажности почвы на показатели микоризации корней растений

 

В проведенных исследований были получены следующие результаты. Корни контрольных растений гороха, выросших при влажности почвы 70% из семян, не инокулированных эндофитными штаммами бацилл, характеризовались высокой частотой встречаемости микоризы – 81,5% (табл. 1). У растений, выросших в условии почвенной засухи, частота микоризации понижалась на 22,6% по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.1.).

Корни контрольных растений кукурузы, выросших при влажности почвы 70% из семян, не инокулированных эндофитными штаммами бацилл, характеризовались высокой частотой встречаемости микоризы – 78,6% (табл. 1). У растений, выросших в условии почвенной засухи, частота микоризации понижалась на 16,3% по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.2.).

У растений гороха выросших при влажности почвы 70%, обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д частота микоризации понижалась на 16%, а при обработки бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ – 31% по сравнению с собственным контролем (табл. 2), (рис 3.2.1.).

Таблица 2.

Влияние влажности почвы на показатели микоризации корней растений

 

Вариант	Pisum sativum L	Zea mays L.
70%	30%	70%	30%
Частота микоризации в корневой системе*, F%
Контроль	81,5±6,5	63,06±3,1	78,66±5,0	65,8±2,8
B. subtilis 26Д	68,6±4,0	82,8±3,9	69,1±2,9	77,0±3,7
B. subtilis 11ВМ	55,9±4,2	77,2±3,0	61,1±1,84	75,33±5,2
Интенсивность колонизации микоризы в корневой системе*, M%
Контроль	1,70±0,09	0,63±0,01	1,9±0,05	0,8±0,02
B. subtilis 26Д	1,06±0,03	3,26±0,08	0,8±0,04	1,80±0,02
B. subtilis 11ВМ	0,63±0,02	0,78±0,01	1,35±0,18	1,7±0,08
Интенсивность колонизации микоризы в корневом фрагменте*, m%
Контроль	2,12±0,01	1,0±0,01	1,72±0,04	1,36±0,01
B. subtilis 26Д	1,4±0,03	3,53±0,03	1,2±0,02	1,65±0,03
B. subtilis 11ВМ	1,0±0,01	1,6±0,01	1,3±0,36	1,7±0,13
Изобилие арбускул в микоризованной части корневого фрагмента*, a%
Контроль	9,3±0,08	1,64±0,07	2,9±0,06	1,36±0,04
B. subtilis 26Д	20,1±0,1	20,0±0,2	2,1±0,06	2,76±0,09
B. subtilis 11ВМ	2,1±0,07	22,0±2,1	1,8±0,04	2,6±0,2
Изобилие арбускул в корневой системе*, A%
Контроль	0,28±0,01	0,03±0,002	0,10±0,01	0,08±0,01
B. subtilis 26Д	0,74±0,02	1,25±0,03	0,04±0,003	1,65±0,03
B. subtilis 11ВМ	0,06±0,002	0,53±0,01	0,03±0,004	1,0±0,2

 

*Различия показателей при разной степени влажности почвы достоверны при p £ 0,05

Рис 3.2.1. Частота микоризации в корневой системе гороха у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

У растений гороха выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д частота микоризации повышалась 1,5%, а при обработки бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ понижалась на 5,3% по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.1.). У растений гороха, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д в условии почвенной засухи частота микоризации повышалась 31,3% по отношению к собственному контролю, а при обработки бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ увеличивалась на 22,4%(табл. 2), (рис 3.2.1.).

У растений кукурузы выросших при влажности почвы 70%, обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д частота микоризации понижалась на 12,1%, а при обработки бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ – 22,3% по сравнению с собственным контролем (табл. 2), (рис 3.2.2.).

Рис 3.2.2. Частота микоризации в корневой системе кукурузы у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

 

У растений кукурузы выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д и 11ВМ частота микоризации понижалась на 2% и 4% соответственно по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.2.). У растений кукурузы, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д в условии почвенной засухи частота микоризации повышалась 17%, а при обработки бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ увеличивалась на 14,5%, по отношению к собственному контролю (табл. 2), (рис 3.2.2.).

В корневой системе у контрольных растений гороха, растущих при влажности почвы 70%, интенсивность микоризации составляла 1,7 % (Таб. 2). У растений гороха, выросших в условиях почвенной засухи, интенсивность микоризации уменьшалась на 63% (табл. 2), (рис 3.2.3.).

Рис 3.2.3. Интенсивность колонизации микоризы в корневой системе гороха у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

 

У обработанных семян гороха бактериями Bacillus subtilis шт. 26Д и 11 ВМ растущих при влажности почвы 70%, интенсивность микоризации в корневой системе падала на 37,6 % и 63% соответственно по сравнению с собственным контролем.

У растений гороха выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д интенсивность микоризации повышалась в 2 раза, а при обработки шт.11ВМ понижалась на 54% по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.3.). Интенсивность микоризации у гороха предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д при условиях почвенной засухи увеличивалась в 5 раз. При обработке бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ у гороха интенсивность микоризации повышалась на 24% (табл. 2), (рис 3.2.3.).

У контрольных растений кукурузы, растущих при влажности почвы 70%, в корневой системе интенсивность микоризации составляла 1,9 % (табл. 2). У растений кукурузы, выросших в условиях почвенной засухи, интенсивность микоризации уменьшалась на 57,9% (табл. 2), (рис 3.2.4.).

Рис 3.2.4. Интенсивность колонизации микоризы в корневой системе кукурузы у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

 

У обработанных семян кукурузы бактериями Bacillus subtilis шт. 26Д и 11 ВМ растущих при влажности почвы 70%, интенсивность микоризации в корневой системе падала на 57,9 % и 29% соответственно по сравнению с собственным контролем.

У растений кукурузы выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д и 11ВМ интенсивность микоризации понижалась на 5,2% и 10% по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.4.). Интенсивность микоризации у кукурузы предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д и 11 ВМ при условиях почвенной засухи, интенсивность увеличивалась в 2,2 раза по сравнению с собственным контролем (рис 3.2.4.).

 

Рис 3.2.5. Изобилие арбускул в микоризованной части корневого фрагмента гороха у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

В микаризованной корневой части фрагмента контрольных растений (растущих при влажности почвы 70%) содержание арбускул составляло 9,3%. У гороха выросших в условиях почвенной засухи, образование арбускул понижалось на 82.3%.. Образование арбускул у растений (растущих при влажности почвы 70%,) обработанных семян гороха бактериями Bacillus subtilis шт. 26Д увеличивалось в 2 раза, а при обработке бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ понижалось – 77,4% (рис 3.2.5.).

Рис 3.2.6. Изобилие арбускул в микоризованной части корневого фрагмента кукурузы у обработанных и не обработанных бактериями Bacillus subtilis при разной влагоемкости почвы

У растений гороха выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д и 11ВМ изобилие арбускул в корневой части фрагмента повышалась в 2,5 раза по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.4.). Изобилие арбускул в корневой части фрагмента гороха, предварительно обработанных B. subtilis шт. 26Д и 11 ВМ в условиях почвенной засухи, повышалась в 12 и 13 раз, соответственно, по отношению к собственному контролю. Такая же тенденция наблюдалась и для показателя изобилие арбускул в корневой системе (a%), (рис 3.2.5.).

В микаризованной корневой части фрагмента контрольных растений (растущих при влажности почвы 70%) содержание арбускул составляло 2,9%.

У кукурузы выросших в условиях почвенной засухи, изобилие арбускул падала на 53,1 % по сравнению с контролем. Образование арбускул у растений (растущих при влажности почвы 70%,) обработанных семян кукурузы бактериями Bacillus subtilis шт. 26Д уменьшалось на – 27,5%, а при обработке бактериями B. subtilis шт. 11 ВМ – 38% (рис 3.2.6.).

У растений кукурузы выросшей в условиях почвенной засухи, предварительно обработанных бактериями B. subtilis шт. 26Д и 11ВМ изобилие арбускул в корневой части фрагмента понижалась на 5% и 10% соответственно по сравнению с контролем не обработанными бактериями и растущими при влажности почвы 70% (табл. 2), (рис 3.2.4.). Изобилие арбускул в корневой части фрагмента кукурузы, предварительно обработанных B. subtilis шт. 26Д и 11 ВМ в условиях почвенной засухи, повышалась в 2 раза, по отношению к собственному контролю. Такая же тенденция наблюдалась и для показателя изобилие арбускул в корневой системе (a%), (рис 3.2.6.).

 

Обработка семян эндофитными штаммами бацилл не увеличивала сырую массу побегов гороха в отсутствие действия засухи, у кукурузы – массу корней и массу побегов, не влияя существенно на массу последних. Инокуляция семян бактериями не позволила предотвратить отрицательный эффект почвенной засухи на рост растений. В то же время масса побегов и корней пшеницы, а также корней костра безостого, инокулированных бактериями и растущих в условиях засухи, в сравнении с неинокулированными растениями, растущими в тех же условиях почвенной засухи, была достоверно больше. Защитные действия штамма B. subtilis 11ВМ на рост растений костра безостого по сравнению со штаммом B. subtilis 26Д в условиях действия засухи были выражены сильнее.

ВЫВОДЫ

1. В условиях имитации почвенной засухи изменялись морфометрические показатели растений. Длина надземной части (побегов) уменьшалась у гороха и кукурузы соответственно на 50% и 41% в сравнении с контролем, масса побегов – на 42 и 50%, корней на – 18 и 7% соответственно.

2. Обработка семян эндофитными штаммами бацилл не увеличивала сырую массу побегов гороха в отсутствие действия засухи, у кукурузы – массу корней и массу побегов, не влияя существенно на массу последних. Инокуляция семян бактериями не позволила предотвратить отрицательный эффект почвенной засухи на рост растений. В то же время масса побегов и корней пшеницы, а также корней костра безостого, инокулированных бактериями и растущих в условиях засухи, в сравнении с неинокулированными растениями, растущими в тех же условиях почвенной засухи, была достоверно больше. Защитные действия штамма B. subtilis 11ВМ на рост растений костра безостого по сравнению со штаммом B. subtilis 26Д в условиях действия засухи были выражены сильнее.

3. Выявлено, что показатели микоризации корней растений уменьшались как при недостатке влаги в почве, так и при обработке семян эндофитными бактериями в условиях оптимального увлажнения.

4. Установлено, что в условиях дефицита влаги у растений, инокулированных эндофитными представителями B. subtilis, обнаружено увеличение показателей микоризации. В некоторых случаях показатели микоризации у таких растений были не только близкими к контролю (без обработки семян и в условиях оптимальной влажности почвы 70% ППВ), но даже превышали их.

 

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Алексеев А. М. Водный режим растений и влияние на него засухи. Казань: Татгосиздат, 1948. - 355 с.

2. Алпатьев А. М. Влагообмен культурных растений. Л.: Гидрометеоиздат, 1954. - 248 с.

3. Антонюк Л. П. Коммуникация в растительно-бактериальных симбиозах: современное состояние и перспективы // Стратегия взаимодействия микроорганизмов с растениями и окружающей средой: Материалы V всероссийской конференции молодых ученых, 28 сентября – 1 октября 2010 г. Саратов: Научная книга, 2010. C. 6

4. Белимов А. А. Взаимодействие ассоциативных бактерий и растений в зависимости от биотических и абиотических факторов: дис....д-ра биол.наук. Санкт- Петербург, 2009. 320 с.

5. Белимов А. А., Сафронова В. И. АЦК деаминаза и растительно- микробные взаимодействия // Сельскохозяйственная биология. 2011. №3. С. 23–28.

6. Бухарин О. В., Лобакова Е. С., Немцева Н. В., Черкасов С.В. Ассоциативный симбиоз. Екатеринбург: УрО РАН, 2007. 264 с.

7. Володько И.К. ''Микроэлементы и устойчивость растений к неблагоприятным условиям'', Минск, Наука итехника, 1983, с.12.

8. Горышина Т.К. ''Экология растений'', уч. Пособие для ВУЗов, Москва, В. школа, 1979, с.47-53

9. ГОСТ Р 53764-2009 (ИСО 11461:2001). Качество почвы. Определение содержания почвенной влаги в виде объемной доли с применением трубок для отбора пробы грунта. Гравиметрический метод. М.: Стандартформ, 2010.

10. Жученко А.А. Адаптивная система селекции растений (эколого-генетические аспекты). I и II том, Москва, издательство РУДН, 2001. – 334-480 с.

11. Каратыгин И.В. Коэволюция грибов и растений. // Труды Ботан. ин-та РАН, 1993. Т. 1, N 9. – С. 1 – 18.

12. Комарницкий H.A. Ботаника / H.A. Комарницкий, Л.В. Кудряшов, A.A. Уранов. М.: Просвещение, 1975. Т. 2. Систематика растений. – С. 608.

13. Красилышков Н.Я., Литическое действие почвенных бактерий на почвенные грибы // Микробиология, 1952. – С. 49 – 73.

14. Маршунова Г.Н., Якоби Л.М. Принципы отбора эффективных культур эндомикоризных грибов. // В кн.: Микроорганизмы в сельском хозяйстве. Кишинев, 1988. – С. 166-168.

15. Минеев В.Г., Дебрецени Т., Мазур Т. Биотехнологическое земледелие и минеральные удобрения. М.: Колос, 1993. – 115 с.

16. Муромцев F.C., Бутенко Р.Г., Тихоненко Т.И. Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М., 1990. 384. – с.29.

17. Немченко, В.В. Современные средства защиты растений и технологии их применения/ В.В. Немченко и др. — ГУП «Куртамышская типография» - 2006 - 348 с.

18. Нетрусов А.И. Экология микроорганизмов: Учеб. для студ. вузов / А.И. Нетрусов, Е.А. Бонч – Осмоловская, В.М. Горленко и др.; Под ред. А.И. Нетрусова. – М.: Издательский центр «Академия», 2004. – 272 с.

19. Проворов Н. А. Растительно-микробные симбиозы как эволюционный континуум // Микробиология. 2002. Т. 71.С. 521–525.

20. Прокофьев А.А. ''Проблемы засухоустойчивости растений'', Москва, Наука, 1978, с. 3-6.

21. Рейвн П. Современная ботаника / П. Рейвн, Р.Эверт, С. Айкхорн. в 2-х т. М.: Мир, 1990. Т. 1. – 348 с.

22. Сатарова Н. Н. Некоторые регуляторные механизмы адаптации растений к засухе и высоким температурам // Физиология засухоустойчивости растений. М.: Наука, 1971. - С. 28-69.

23. Соколова Н.А. Использование ВАМ-грибов в агроценозе для регулирования фосфорного питания растений на обычных и эродированных черноземах.. Дисс. канд. наук., М.: МГУ, 1995. – С. 13-15.

24. Страшная А.И., Максименкова Т.А., Чуб О.В.Агрометеорологические особенности засухи 2010 г. в России по сравнению с засухами прошлых лет // Труды Гидрометцентра россии. – 2011. – Вып. 345. – С. 194–214.

25. Третьяков Е Е, Каменская К. И. Определение засухоустойчивости растений по содержанию прочносвязанной фракции хлорофилла "а" и "б" // Практикум по физиологии растений. М.: Колос, 1982. - С. 243-244.

26. Удовенко Г. В. Устойчивость растений к неблагоприятным условиям среды и селекция // Бюл. 1978. - N 86. - С. 3-4.

27. Уланова Е. С. Агрометеорологические условия и урожайность озимой пшеницы.- JL: Гидрометеоиздат, 1975.- 304 с.

28. Уоринг Ф., Филлипс И. ''Рост растений и дифференцировка'', Москва, Мир, 1984, с. 15-21.

29. Хайруллин Р.М., Минина Т.С., Иргалина Р.Ш., Загребин И.А., Уразбахтина Н.А. Эффективность новых эндофитных штаммов Bacillus subtilis в повышении устойчивости пшеницы к болезням // Вестн. Оренбург. гос. ун-та. 2009. № 2. С. 133–137.

30. Шапошников А. И., Белимов А. А., Кравченко Л. В., Виванко Д. М. Взаимодействие ризосферных бактерий с растениями: механизмы образования и факторы эффективности ассоциативных симбиозов // Сельскохозяйственная биология. 2011. №3. С. 16–22.

31. Эргашев А. Влияние высоких экстремальных температур на физиолого-биохимические процессы и продуктивность хлопчатника. Обзорная информация. – НПИЦентр: Душанбе, 1997,44 с.

32. Abbott L.K., Robson A.D. The role of vesicular arbuscular mycorrhizal fungi in agriculture and the selection of fungi for inoculation // Austral. J. Agricult. Res. 1982. V. 33. P. 389−408.

33. Abdullaev S.F. – International Workshop of the experts on ecology, 02-04, April, 2008, Moscow, the ISTC and the State Duma of Russia.

34. Al-Karaki G,McMichael B & Zak J Field. Response of wheat to arbuscular mycorrhizal fungi and drought stress. Mycorrhiza 14, 2004. – P. 263–269.

35. Alam Zeb., Zahir Ali. еt al. – Pakistan Journal of Biological Science, 2006, № 9, pp.1823-1827.

36. Allen M.F. The ecology of arbuscular mycorrhizas: a look back into the 20th century and a peek into the 21st. // Mycol.Res. 1996. V.100. – P. 769 – 782.

37. Asensio DF, Rapparini J, Peñuelas J. AM fungi root colonization increases the production of essential isoprenoids vs nonessential isoprenoids especially under drought stress conditions or after jasmonic acid application. Phytochemistry 77, 2012. – P. 149–161.

38. Awotoye OO,Atayese MO, Osonubi O, Mulongoy K, Okali DUU. Response of some tropical nitrogen fixing woody legumes to drought and inoculation with mycorrhiza. In: Mulongoy K, Gueye M, Spencer DSC (eds) Biological nitrogen fixation and sustainability of tropical agriculture. Wiley- Sayce, 1992. – P. 67–77.

39. Aug´e R. M. Water relations, drought and vesicular–arbuscular mycorrhizal symbiosis. Mycorrhiza 11, 2001. – P. 3–42.

40. de Bary A. H. De la symbiose. Rev Int Sci 3.,1879. – P. 301–309.

41. Bent E Induced systemic resistance mediated by plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR) and fungi (PGPF). Multigenic and Induced Systemic Resistance in Plants (Tuzun S & Bent E, eds),. Springer, Berlin. (2006) pp. 225–258

42. Bais H. P., Weir T. L., Perry L. G., Gilroy S., Vivanco J. M. The role of root exudates in rhizosphere interactions with plants and other organisms// Annu Rev. Plant Biol. 2006. V. 57. P. 233–266.

43. Brede, A. D. 1998. Cultural factors for minimizing bermudagrass invasion into tall fescue turf. Agronomy Journal. C43

44. Brundrett MC (2009) Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. Plant Soil 320: 37–77.

45. Chen X.-H., Koumoutsi A., Scholz R., Borriss R. More than anticipated -production of antibiotics and other secondary metabolites by Bacillus amyloliquefaciens FZB42 // J. Mol. Microb. Biotechnology, 2009. V. 16. № 1-2.-P. 14-24

46. Cheng Z., Park E. and Glick B.R. 1-Aminocyclopropane-l-carboxylate deaminase from Pseudomonas putida UW4 facilitates the growth of canola in the presence of salt. //Can. J. Microbiol. 2007. - V.53. - P. 912-918.

47. Clay K & Holah J Fungal. Endophyte symbiosis and plant diversity in successional fields. Science 285, 1999. – P. 1742–1744.

48. Compant S., Duffy B., Nowak J., Clément C., Barka E.A. Use of plant growth-promoting bacteria for biocontrol of plant diseases: principles, mechanisms of action, and future prospects // Appl. Environ. Microbiol. 2005. - V.71. - P. 4951 – 4959.

49. Cooper M., Byth D. E., Woodruff D. R. An investigation of grain yield adaptation of advanced CIMMYT wheat lines to water stress envirow ments in Queensland. 1. Crop physiological analysis // Austral. J. Agr. Res. 1994. - v. 45, N 5. - P. 965-984.

50. Danneberg G., Latus C., Zimmer W., Hundeshagen, B., Schneider-Poetsch H., Bothe H. Influence of vesicular-arbuscular mycorrhiza on phytohormone balances in maize (Zea mays L.). // J. Plant Physiol. 1992. V. 141/ - P. 33-39.

51. Delano-Frier JP, Tejeda-Sartorius M(2008) Unraveling the network: Novel developments in the understanding of signaling and nutrient exchange mechanisms in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Plant Signal Behav 3. – P. 936-944.

52. Drigo B, Kowalchuk GA & van Veen JA (2008) Climate change goes underground: effects of elevated atmospheric CO2 on microbial community structure and activities in the rhizosphere. Biol Fert Soils 44: 667–679.

53. Eid A.R., Awad M.N., Hamouda H.A. Evaluate effectiveness of bio and mineral fertilization on the growth parameters and marketable cut flowers of Matthiola incana L. // Amer. J. Agric. Environ., 2009. V. 5. № 4. - P. 509 – 518.

54. Frankowski J., M. Lorito, F. Scala, R. Schmid, G. Berg, and H. Bahl, “Purication and properties of two chitinolytic enzymes of Serratia plymuthica HRO-C48,” Archives of Microbiology, vol. 176, no. 6, pp. 421–426, 2001.

55. Haase S, Neumann G, Kania A, Kuzyakov Y, R¨omheld V & Kandeler E. Elevation of atmospheric CO2 and Nnutritional status modify nodulation, nodule-carbon supply, and root exudation of Phaseolus vulgaris L. Soil Biol Biochem 39, 2007. – P. 2208–2221.

56. Van der Heijden M.G.A., Boiler T., Wiemken A., Sanders I.R. Different arbuscular mycorrhizal fungal species are potential determinants of plant community structure. // Ecology. 1998. V. 79. – P. 2082-2091.

57. Helgason T., Watson I.J., Young J.P.W. Phylogeny of the Glomerales and Diversisporales (fungi: Glomeromycota) from actin and elongation factor 1-alpha sequences// FEMS Microbiol. Lett., 2003, vol. 229, pp. 127– 132.

58. Le Hou´erou HN. Climate change, drought and desertification. J Arid Environ 34, 1996. – P. 133–185.

59. Houghton JT, Ding Y, Griggs DJ, Noguer M, van der Linden PJ & Xiaosu D. Climate change 2001: the scientific basis (Houghton JT, Ding Y, Griggs DJ, Noguer M, van der Linder PJ, Dai X, Maskell K & Johnson CA, eds), 2001. – P. 1–83. Cambridge University Press, Cambridge, UK.

60. Huang RS, Smith WK, Yost RS. Influence of vesiculararbuscular mycorrhiza on growth, water relations, and leaf orientation in Leucaena leucocephala (LAM.) De wit. New Phytol 99, 1985. – P. 229–243.

61. INVAM: International Culture Collection of (Vesicular) Arbuscular Mycorrhizal Fungi http://invam.caf.wvu.edu/.

62. Long H.H., Schmidt D.D., Baldwin I.T. Native bacterial endophytes promote host growth in a species-specific manner; phytohormone manipulations do not result in common growth responses // PLoS ONE, 2008. -V. 3.1. 7. – P. 1-10.

63. Lugtenberg B & Kamilova F. Plant-growth-promoting rhizobacteria. Annu Rev Microbiol 63, 2009. – P. 541–556.

64. Marleau J, Dalpe Y. Spore development and nuclear inheritance in arbuscular mycorrhizal fungi. BMC Evol Biol 11, 2011. – P. 51.

65. Marsh J. F., Schultze M. Analysis of arbuscular mycorrhizas using symbiosis-defective plant mutants. //New Phytol. 2001. V. 150. – P. 525-532.

66. Martensson A., Rydberg I. Variability among pea varieties for infection with arbuscular mycorrhizal fungi. // Swedish J. Agric. Res. 1994. V. 24. – P. 13-19.

67. Marulanda A., Porcel R., Barea J.M., Azcon R. Drought tolerance and antioxidant activities in lavender plants colonized by native drought tolerant or drought sensitive Glomus Species // Microb. Ecol., 2007, vol. 54, pp. 543-552.

68. Meyer J.M., Halle F., Hohnadel D. Siderophores of Pseudomonas – biological properties. In: Iron transport in microbes, plants and animals. VCH Verlagsgesellschaft, 1997. P. 188–205.

69. Nelsen CE. The water relations of vesicular-arbuscular mycorrhizal systems, 1987. – P.71–79. In: Safir GR (ed.), Ecophysiology of VA mycorrhizal plants. CRC Press, Boca Raton, Fla.

70. Nielsen P. Multi-target and medium-independent fungal antagonism by hydrolytic enzymes in Paenibacillus polymyxa and Bacillus pumilus strains from barley rhizoshere / P. Nielsen, J. S&rensen // FEMS Microbiol. Ecology. 1997. - V. 22. - P. 183-192.

71. Plant-bacteria interactions: strategies and technique to promote plant growth. (Eds.) Ahmad. I., Pichtel J., Hayat S. 2008. Meenheim: WILEY-VCH Verlag. - 310 p.

72. Renker C., Heinrichs J., Kaldorf M. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. // Mycorrhiza. 2003. V. 13. – P. 191-198.

73. Schüssler A, Schwarzott D, Walker C. A new fungal phylum, the Glomeromycota: phylogeny and evolution. Mycol Res 105, 2001. – P. 1413-1421.

74. Shtark O.Y., Borisov A.Y., Zhukov V.A., Provorov N.A., Tikhonovich I.A. Intimate associations of beneficial soil microbes with the host plants. In: Soil microbiology and sustainable crop production. Springer Science+Business Media B.V., Dordrecht, The Netherlands, 2010: 119-196.

75. Sood S.G. Chemotactic response of plant-growth promoting bacteria towards roots of vesicular-arbuscular mycorrhizal tomato plants. //FEMS Microbiol. Ecol. 2003. - V. 45. - P. 219-227.

76. Swift C. Mycorrhiza and soil phosphorus levels. Colorado State University. http://www.coopext.colostate.edu/TRA/PLANTS/mycorrhiza.html?PrintWindow.

77. Trouvelot A., KoughС., Gianinazzi-Pearson V. Mesure dutaux de mycorhization VA d’un systèmeradiculaire. Recherche de méthodesd’estimationayantune signification fonctionnelle. In: Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S. (eds.) Physiological and Genetical Aspects of Mycorrhizae. INRA Press, Paris, 1986. – P.. 217-221.